(厦门大学化学化工学院,谱学分析与仪器教育部重点实验室,福建 厦门 361005)
(Key Laboratory of Spectrochemical Analysis & Instrumentation,Ministry of Education,College of Chemistry and Chemical Engineering,Xiamen University,Xiamen 361005,China)
DOI: 10.6043/j.issn.0438-0479.201912025
备注
引言
蛋白质是生命活动的执行者,它们可以结合多种类型的配体,如脂肪酸、金属离子、药物和表面活性剂等.其中,蛋白质-表面活性剂复合物不仅在化妆品研发、食品安全以及药物在人体内的转运等领域中有着重要的应用,而且它还可以模拟人体内的生物系统.多库酯钠(docusate sodium,DSS)不仅被广泛地用作食品添加剂、药物中间体、有机溶剂等,还可以作为药物治疗慢性便秘[1].此外,DSS是一种硫酸化表面活性剂,可以通过破坏病毒包膜和使蛋白质变性来灭活单纯疱疹病毒,从而防止性传播感染[2].人血清蛋白(human serum albumin,HSA)是人体内循环系统的主要蛋白质成分.HSA含有大量可电离的氨基酸因而具有相对较高的水溶性.HSA不仅可以作为药物分子的载体,还可以维持正常的血压和结合许多不同类型的两性分子,其形态在活细胞中可调节特定的细胞功能.因此,研究DSS和HSA之间的非共价相互作用具有非常重要的实际意义.
过去研究的小分子仅局限于药物或表面活性剂中的一类性质,而同时具备药物和表面活性剂性质的小分子尚未被报道过[3].分析蛋白质与小分子之间非共价相互作用的最常用方法是光谱法,其具有灵敏度高、选择性强、获取信息丰富等优点,但不能提供蛋白质-配体复合物的化学计量比关系[4-5].作为一种软电离源,电喷雾电离可以保持蛋白质-配体复合物结构的完整性,并具有直接测量蛋白质-配体复合物化学计量比的优势.因此,本研究通过电喷雾电离质谱(electrospray ionization mass spectrometry,ESI-MS)结合荧光光谱、紫外-可见吸收光谱和圆二色谱(circular dichroism,CD)系统地分析了DSS与HSA之间相互作用的化学计量比、结合常数、作用力类型以及DSS对HSA二级结构的影响,以期为阐明DSS在人体内的转运及进一步研究其相关活性功能奠定基础,并在分子水平上为理解表面活性剂与蛋白质相互作用机理提供理论参考.
1 实验部分
2 结果与讨论
2.1 ESI-MS分析当蛋白质-配体复合物通过软电离源被离子化时,其非共价结构可以在气相中得以保持[6].因此,ESI-MS可用于研究小分子与蛋白质的非共价相互作用.浓度为10 μmol/L的HSA在10 mmol/L的NH4Ac缓冲溶液中的ESI-MS谱图如图1(a)所示.此时测得HSA的分子质量为66.54 ku,与理论值一致; 并选取HSA中4个较强的多电荷质谱峰(37+~40+)进行DSS与HSA的相互作用分析.HSA与DSS摩尔比为1:1时的ESI-MS谱图如图1(b)所示,可以发现4个多电荷质谱峰发生了偏移,这是因为DSS结合到HSA上,形成了HSA-DSS复合物,分子质量增加,所以导致质荷比m/z发生了偏移[7].
在ESI-MS谱图中,质谱峰的电荷数和结合的配体个数遵循方程[7]:m/z=(mHSA+j mDSS+i mH)/i,其中mHSA和mDSS分别为蛋白质HSA和配体DSS的分子质量,j为HSA上结合的DSS分子数,mH为H原子的质量,i为HSA在电喷雾过程中所带的电荷数.HSA与DSS摩尔比为1:3时的ESI-MS谱图如图2(a)所示.此时ESI-MS的去卷积结果表明,多电荷质谱峰(40+)中P+L的质荷比与前后两个质谱峰(P与P+2L)之间的质荷比差值分别为10.53 和10.51,它们与电荷数(40+)的乘积为HSA上结合的DSS的分子质量.HSA与DSS摩尔比为1:6 时的ESI-MS谱图如图2(b)所示,此时检测到每个HSA分子上最多可以结合3个DSS分子.在较高的DSS浓度下(HSA与DSS摩尔比为1:8时),检测到每个HSA分子上结合的DSS分子数不会继续增加.此外,随着DSS浓度不断增加,蛋白质-配体复合物的质谱峰不断偏离基线,且强度不断下降,这是因为DSS作为阴离子表面活性剂会严重抑制蛋白质-配体复合物的信号[8].ESI-MS结果表明DSS与HSA两者之间形成了稳定的HSA-DSS复合物,并且在适当的实验条件下这种结合可以在气相中得以维持[9].
2.2 荧光光谱分析蛋白质具有内源荧光,主要是由色氨酸(Trp)、酪氨酸(Tyr)和苯丙氨酸(Phe)残基所致,其中,Trp是主要的内源荧光源,并且对局部环境高度敏感.在HSA中仅包含一个Trp残基,即蛋白质内部的Trp214.可以使用295 nm的激发波长来消除Tyr和Phe的荧光干扰,以获取有关Trp残基的信息[10].不同DSS浓度下的HSA荧光发射光谱如图3所示,可以发现荧光强度随DSS浓度的增加而增强,同时还伴随着最大发射波长从334.4 nm蓝移到313.2 nm,并且蓝移程度随着DSS浓度的增加而增强,然后在高浓度下达到恒定.这种荧光增强现象称为荧光增敏作用,通常在生物大分子与某些配体共存时发生[11]; 而最大发射波长蓝移表明DSS的加入使得HSA中的Trp残基周围微环境的疏水性增强,极性降低,从而导致HSA腔内疏水结构变得更紧密,肽链伸展程度减小,因此推测HSA的构象发生了改变; 此外蓝移还体现了HSA从天然蛋白质分子向HSA-DSS复合物转移的程度; 最大发射波长值恒定不变表明DSS不再与HSA发生结合[12].
HSA浓度为2.0 μmol/L,a到k对应的DSS浓度分别为
0,2,4,6,8,10,12,15,20,25,30 μmol/L.
图3 不同DSS浓度下HSA的荧光发射光谱
Fig.3 The fluorescence emission spectra of HSA at different concentrations of DSS荧光增强遵循方程[13]:1/(F-F0)=1/SymbolDA@Fmax+1/(KcDSS SymbolDA@Fmax),其中,F为加入DSS后的荧光强度,F0为未加入DSS时的荧光强度,SymbolDA@Fmax=F∞-F0(F∞为HSA与DSS相互作用达到饱和时的荧光强度),K为HSA与DSS的结合常数,cDSS为DSS的浓度.图4(a)显示了不同温度(25,35和45 ℃)下的方程拟合曲线,从曲线的斜率和截距可以计算出不同温度下HSA与DSS的结合常数,相关结果列于表1.从表1可知,HSA与DSS的结合常数K>105 L/mol,表明二者之间具有很强的结合力; 并且HSA-DSS复合物的稳定性随着温度升高而降低.
通常,蛋白质与小分子之间相互结合的非共价作用力包括范德华力、静电作用力、氢键和疏水作用力.为了确定HSA和DSS之间的作用力类型,需要计算
图4 不同温度下1/(F-F0)对cDSS-1(a)和ln K对T-1(b)的拟合曲线
Fig.4 Fitting curves of 1/(F-F0)versus cDSS-1(a)and ln K versus T-1(b)at different temperatures表1 不同温度下HSA-DSS体系的结合常数以及相关热力学参数
Tab.1 The binding constants and relative thermodynamic parameters for HSA-DSS system at different temperaturesHSA与DSS反应的相关热力学参数,例如焓变(ΔH)、熵变(ΔS)和吉布斯自由能(ΔG).ΔS和ΔH遵循vant'Hoff方程[14]:ln K=-ΔH/RT+ΔS/R,其中R为气体常数,其方程拟合曲线如图4(b)所示,计算得ΔH=-16.62 kJ/mol,ΔS=46.58 J/(mol·K).ΔG遵循方程:ΔG=ΔH-TΔS.ΔG和ΔH均小于零,表明HSA-DSS复合物的形成是一个自发的放热过程.根据Ross等[15]和Subramanian等[16]研究小分子与蛋白质相互作用时总结的规律可知,ΔS大于零时,可作为疏水作用力的标志; ΔS与ΔH均小于零时,可作为氢键和范德华力的标志; ΔS大于零且ΔH小于零时为水溶液中离子之间的特定静电相互作用的特征.在HSA中具有两个相反类型(即疏水基团和极性基团)的主要结合位点,可以结合多种类型的化合物[17].第一个结合位点“Sudlow's Site Ⅰ”位于子域ⅡA中,可以形成由带正电荷的氨基酸残基所包围的疏水腔,并且Trp214残基就位于其中; 第二个结合位点“Sudlow's Site Ⅱ”位于子域ⅢA中,比第一个结合位点要小.DSS具有两条疏水链,可以为HSA提供较强的疏水性环境,并且DSS在水溶液中完全电离.综上所述,判断DSS可以通过疏水作用力和静电作用力结合到HSA子域ⅡA的疏水口袋内[7,17].
2.3 紫外-可见吸收光谱分析不同DSS浓度下的紫外-可见吸收光谱如图5所示.由于蛋白质骨架的π-π*跃迁,HSA在200~230 nm处有一个很强的吸收峰,并且在280 nm左右出现一个较弱的特征吸收带,这是由氨基酸残基(Trp、Tyr和Phe)的n-π*跃迁引起的[10].Trp和Tyr残基的吸光度取决于其发色团的微环境,它们向波长范围的任一侧移动(即红移或蓝移)取决于周围环境的极性[18].加入DSS后,HSA的吸光度显著提高,发生明显的增色效应,同时最大吸收波长值出现轻微的蓝移.这是由于围绕蛋白质残基的极性增加,蛋白质的肽链延伸得更多,从而导致HSA的二级结构和周围的微环境发生了变化[19].紫外-可见吸收光谱结果表明HSA与DSS发生了相互作用,并形成了稳定的基态复合物.
2.4 CD分析图6显示了不同DSS浓度下HSA的CD谱图.由于肽键的π-π*和n-π*跃迁,HSA的CD谱图出现两个负吸收带,分别位于209和222 nm附近的紫外区域,它们是蛋白质α-螺旋结构的典型特征.在不存在DSS时,HSA的α-螺旋含量为49.9%,该结果与文献值(50.5%)[20]基本一致.随着DSS的浓度不断增加,α-螺旋含量从49.9%上升至55.5%.这是由于DSS分子为HSA提供了较强的疏水性环境,增强了HSA和DSS之间的疏水作用力,从而导致HSA的α-螺旋含量增加[21].上述结果进一步证明DSS破坏了HSA的二级结构.
3 结 论
本研究运用质谱法和光谱法详细地阐释了DSS与HSA之间的结合特性,发现DSS对HSA的影响是多方面的.ESI-MS结果表明HSA与DSS之间可以形成化学计量比为1:3的稳定的蛋白质-配体复合物.荧光光谱分析表明DSS对于HSA的内源荧光有增强作用,并造成荧光最大发射波长从334.4 nm蓝移到313.2 nm,证明DSS的存在可以使HSA中Trp残基周围的极性降低,疏水性增强,从而导致蛋白质结构变得更为紧密; 根据Ross定律判断DSS可以通过疏水作用力和静电作用力结合到HSA的子域ⅡA中的疏水口袋内.紫外-可见吸收光谱表明DSS存在时,HSA吸收峰的强度表现为明显的增色效应且最大吸收波长产生蓝移现象,进一步证明DSS与HSA之间形成了基态复合物.CD分析结果表明随着DSS浓度增大,HSA的负峰吸收强度逐渐增强,即α-螺旋的含量增加,进一步证明DSS与HSA相互作用后导致蛋白质构象发生了变化.
1.1 仪器与试剂电喷雾四级杆飞行时间质谱仪(Micro Q-TOF impact Ⅱ,德国布鲁克公司),荧光分光光度计(F-7000,日本日立公司),紫外-可见分光光度计(UV-2550,日本岛津公司),多功能手性光谱仪(MOS-500,法国Bio-Logic公司); HSA(纯度大于99%,北京谨明生物科技有限公司),DSS(纯度99%,成都化夏化学试剂有限公司),乙酸铵(NH4Ac,纯度99.99%,上海阿拉丁生化科技股份有限公司),实验用水均为Milli-Q超纯水.
1.2 实验方法1.2.1 ESI-MS取1.0 mL 100 μmol/L的HSA溶液于10 mL比色管中,分别加入不同体积的100 μmol/L DSS溶液,再用10 mmol/L的NH4Ac缓冲溶液(pH 7.0)定容到10 mL(HSA的最终浓度为10 μmol/L),并在37 ℃下水浴反应30 min.分别将待测溶液通过注射泵以3.0 μL/min 的速率注入到ESI-MS仪中,并采集质荷比范围为800~3 500的质谱信号.正离子模式下的最佳测试条件为:毛细管电压-3.5 kV,雾化器压力40 kPa,脱溶剂气流速率4 L/min,去溶剂温度180 ℃.
P和L分别表示蛋白质HSA和配体DSS,下同.
1.2.2 荧光光谱取2.0 mL 10 μmol/L的HSA溶液于10 mL比色管中,分别加入不同体积的100 μmol/L DSS溶液,再用10 mmol/L的NH4Ac缓冲溶液(pH 7.0)定容到10 mL(HSA的最终浓度为2.0 μmol/L),并分别在25,35和45 ℃下避光水浴反应30 min后,立即进行荧光测量.测试条件为:激发波长为295 nm,激发和发射狭缝宽度均为2.5 nm,扫描速度为1 200 nm/min,光电倍增管的工作电压为700 V,荧光发射光谱收集的范围为300~460 nm.
1.2.3 紫外-可见吸收光谱将1.0 μmol/L的HSA以及含有不同浓度的DSS的反应混合溶液,分别以NH4Ac缓冲溶液为参比进行分析.测试条件为:石英池厚度1.0 cm,狭缝宽度2.0 nm,扫描范围200~350 nm.
1.2.4 CD将1.0 μmol/L的HSA以及含有不同浓度的DSS的反应混合溶液分别进行测试.测定条件为:石英样品池光程0.3 cm,扫描速度200 nm/min,扫描范围200~250 nm.最终采集的CD谱图为25 ℃下扣除溶液空白背景的3次扫描所取得的平均结果.HSA的二级结构分析使用仪器自带的Dicroprot软件进行.
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